专家共识丨医疗机构临床流式细胞实验室建设专家共识

专家共识未分类 · 2026 · 中华医学期刊网

一适用范围

适用范围本共识适用于各级医疗机构临床实验室和第三方医学检验实验室进行流式细胞平台建设。

二共识形成方法

共识形成方法 2.1　共识形成过程本共识制订遵循世界卫生组织和中华医学会、中国民族卫生协会制订/修订指南的基本方法及程序。专家组由来自全国各地临床流式细胞领域、临床检验质量管理领域专家组成，共91名，来自全国27个省、自治区、直辖市的68所医疗机构，包括执笔人、专家组成员。在广泛征求专家组成员意见基础上，经归纳整理和讨论后，明确共识需要解决的核心问题，围绕通用要求、人员要求、实验室设计和建设要求、分析仪器及辅助设备的配置、试剂与耗材管理等方面，结合国内外最新标准、指南和共识以及国内临床实践，通过多轮在线调研、专家函审、会议讨论，对有争议的问题进行公开讨论改进、逐一调整和反馈，最终确定16条共识意见。共识制订计划和方案已在国际实践指南注册平台注册（PREPARE-2026CN070）。 2.2　证据等级和推荐强度的分级定义 2.2.1　证据等级 A来自行业及以上标准或认可准则；B来自文献或专家共识支持；C基于专家经验及常识判断。 2.2.2　推荐强度推荐强度根据专家投票表决结果分为强推荐、中推荐、弱推荐和未达成共识4个级别。强推荐共识为具有A或B级证据支持且同意率（即选择同意的专家人数比例）≥90%；中推荐共识为具有A或B级证据支持且同意率为80%~89%，或具有C级证据支持且同意率≥90%；弱推荐共识为具有A或B级证据支持且同意率为70%~79%，或具有C级证据支持且同意率为80%~90%；未达成共识为具有A或B级证据支持且同意率＜70%，或具有C级证据支持且同意率＜80%。

三通用要求

通用要求 3.1　管理要求临床流式细胞实验室的建设、运行及开展的诊疗项目，均应满足《医疗机构临床实验室管理办法》（卫医发〔2006〕73号）及相关国家及地方规定。流式细胞检测项目能够在细胞水平进行分析，与传统血液、免疫、生化等检测平台相比具有独特优势。然而，目前许多项目自动化程度有限，操作流程复杂，对实验室管理提出更高要求。实验室应从“人、机、料、法、环”等方面进行全面规划，遵守相关技术规范和标准，建立健全、科学、严谨的规章制度并严格执行，确保实验室运作能够高效安全，检验结果能够精准可靠。实验室可参照《医学实验室质量和能力的要求第1部分：通用要求》（GB/T 22576.1-2026）、《临床实验室生物安全指南》（WS/T 442-2024）、《实验室生物安全通用要求》（GB 19489-2008）、中国合格评定国家认可委员会（China National Accreditation Service for Conformity Assessment，CNAS）的认可文件等建立质量管理体系，同时可参考美国病理学家学会（College of American Pathologists，CAP）实验室认可检查清单中流式细胞相关条款完善相关程序。 3.2　临床流式细胞实验室设置推荐设立单独的临床流式细胞实验室。根据不同实验室的规模、流式细胞项目的技术特点和临床预期用途，可进一步分为血液病检测岗、免疫细胞表型分析岗、可溶性分子检测岗、免疫细胞功能检测岗等专业岗位，以实现更为精细化、专业化的管理。共识1：为更好地满足临床需求、保障医疗质量及实现资源共享，建议同一医疗机构集中设置临床流式细胞实验室，并由具备质量管理能力的科室进行管理，以确保管理规范化、检测标准化及资源配置最优化。（A级，强推荐） 3.3　检验项目设置临床流式细胞实验室在规划检验项目时，应进行系统性评估，综合考虑临床需求的适宜性或（和）重要性、技术平台的成熟度、实验室人员能力以及质量管理体系的可支撑性。项目设置应遵循“满足基础、发展专科、追踪前沿”的原则，确保所开展的项目具备明确的临床价值、可靠的技术保障和可持续的改进机制。实验室应优先选择权威指南或专家共识推荐的临床检验项目。在初始阶段或资源有限的情况下，建议优先开展技术成熟、流程稳定、临床需求广泛的常规项目，如T/B/NK淋巴细胞亚群计数、人类白细胞抗原B27（human leukocyte antigen B27，HLA-B27）检测及基于微球流式免疫荧光技术的细胞因子定量检测等，以快速建立实验室的基础服务能力。对于血液系统疾病诊断等专科性强、技术要求高的项目，如血液肿瘤免疫分型、MRD检测、阵发性睡眠性血红蛋白尿症（paroxysmal nocturnal hemoglobinuria，PNH）克隆检测等，应在确保具备相应仪器配置、人员资质和完整质量控制体系的前提下开展。实验室可根据所属医疗机构的专科特色和发展方向，分层次、有步骤地逐步扩展检测项目覆盖范围，例如推进免疫细胞亚群精细分型、免疫细胞功能检测等。此外，项目设置必须充分考虑其全过程质量可控性。在引入新项目前，应对项目进行性能验证或确认，并对其涉及的室内质量控制措施、室间质量评价可及性以及实验室间比对方案等进行可行性评估，确保项目开展后能够提供准确、可比的结果。本共识推荐开展的流式细胞检验项目见表1。 ![](./images/wechatarticle_2e568863ba5aeae8c84d7cbe17100061_51ed164c40be06b5a99198539ef14f837_img2.png) 共识2：应基于实验室规模、专科发展及临床需求设置流式细胞项目。设置时应充分评估项目的临床价值、技术成熟度与质量可控性。（C级，中推荐）

四人员要求

人员要求 4.1　实验室负责人实验室负责人负责实验室的各项组织与管理工作。应具备3年以上流式细胞检测工作经验；熟练掌握本专业知识与技能，能追踪领域发展动态；具备检验项目开发和实施的能力；拥有丰富的临床应用实践经验；熟悉实验室运行与质量管理体系，并具备良好的组织协调与沟通能力。 4.2　岗位人员流式细胞检测手工操作环节多，结果多依赖人工分析，因此对岗位人员的能力要求较高。实验室应根据不同岗位的工作内容及职责需求明确人员能力要求。技术人员应具备流式细胞检验相关的教育培训经历，能熟练掌握流式细胞技术理论、仪器设备使用维护、检验项目标准操作规程、质量控制方法，能对常见的仪器故障和异常结果进行分析和处理，对检验报告做出基本解释。从事HIV/AIDS患者CD4+T淋巴细胞检测的人员，应接受过市级及以上的检测技术、实验室质量控制及生物安全培训并进行考核，考核合格后方可从事检测工作。从事血液肿瘤免疫分型、MRD检测、PNH克隆等项目的报告签发人员，应具备相关专业培训或实践经验，宜具备医师资格。技术人员应具备较好的流式细胞检测和分析能力，包括熟练掌握骨髓、脑脊液、浆膜腔积液、组织等样本的处理和仪器操作；掌握方案的设计与抗体组合搭建、设门策略、数据分析及异常细胞群识别；深入理解项目的临床意义与相关疾病的诊断标准；能够独立完成室内质量控制，识别并处理常见技术问题；同时，须具备规范撰写检测报告、与临床进行有效沟通以合理解释结果的能力，并保持持续学习以跟进技术更新。从事方法学建立如实验室自建检测（laboratory developed test，LDT）及性能评价的技术人员，应具备中级及以上专业技术职务任职资格，并拥有≥3年的流式细胞术实践经验，确保能独立设计、优化实验方案并科学评估方法性能。所有从事流式细胞检测的技术人员，在独立上岗前必须经过系统的理论和实操培训，并通过考核，由实验室负责人进行书面授权。授权应明确其可操作的仪器和可签发的检测项目范围。共识3：鉴于临床流式细胞术的独特性和专业性，实验室应保持技术队伍的相对稳定，以保障检测质量的连续性和技术积累的持续性。（C级，中推荐）

五实验室设计、建设要求

实验室设计、建设要求 5.1　实验室布局临床流式细胞实验室的布局设计应以保障检测质量、操作安全和工作效能为核心目标，同时充分确保实验室人员、患者和访客的健康和安全。实验室在规划初期，应对工作空间的适用性与充分性进行系统评估。实验室总面积应综合考量计划开展的检测项目类型、核心仪器（如流式细胞仪）及配套设备（如冰箱、离心机、生物安全柜）的数量与规格以及对环境的要求。在此基础上，建议遵循样本接收、样本处理、数据采集与结果分析的工作流程进行规划，减少样本和人员往返，提高工作效率并降低交叉污染风险。宜根据工作流程进行科学合理的功能分区，并确保各区域衔接顺畅。主要功能区宜包括样本制备区、检测区、数据分析及报告区以及试剂与耗材储存区等。如涉及细胞无菌培养，可参考《细胞培养洁净室设计技术规范》（GB/T 42398-2023）的要求设计独立的细胞培养室。流式细胞仪作为精密光学仪器，易受环境中的灰尘、振动、电磁干扰以及温湿度波动影响。因此，实验室选址应避开患者诊疗区等人员流动频繁的场所。如设于检验科内部，不与常规生化、免疫等检测区混设，应与质谱等强振动源的平台实现有效物理隔离，并远离电梯、机房等振动源与强电磁干扰源。实验室需规划充足的专用空间，用于样本、试剂和耗材的分类储存与管理。危险化学品及易燃物应设专柜储存，并符合防火与通风要求。同时，须严格按照国家生物安全与消防规范，在易于取用的位置设置紧急冲淋装置、洗眼器、急救箱及消防器材等安全设施，并明确标识。若为独立的实验室还应设置更衣室。共识4：临床流式细胞实验室应设置为相对独立的功能区域，采取有效措施避免灰尘、振动、温湿度波动对精密仪器的影响，并确保符合生物安全二级（biosafety level 2，BSL-2）及以上实验室的建设标准。建议根据检测流程设立样本制备区、检测区、结果分析及报告区等功能分区。（B级，强推荐）共识5：对于拟配置设备及预期检测项目用途尚不明确的待建分析型流式细胞实验室，建议独立的流式细胞实验室总面积不低于20 m2，根据预期用途进行区域划分。如与其他设备共享空间，建议预留不低于10 m2的空间。（C级，中推荐） 5.1.1　样本制备区应根据临床工作量、预处理操作时长、检测周转时间（turn-around time，TAT）要求及样本前处理设备，配备足够的试验台。样本前处理设备需根据设备型号、重量、体积选配合适的工作台，并预留充足的安装、使用及维护空间。样本制备区应配备低速离心机、血液混匀仪、涡旋振荡器、精确移液器等设备。实验室应基于所处理样本的潜在生物风险进行评估，并据此建立相应的安全操作规范与个人防护要求。对于高风险样本（如已知含BSL-2及以上病原体、呼吸道样本），应参照BSL-2实验室要求进行管理。经评估确认存在气溶胶风险时，此类样本的处理应在Ⅱ级生物安全柜内进行，并执行相应的安全管理程序与个人防护措施。样本制备区的总面积需根据所配置的工作台、生物安全柜、离心机等设备的数量及其实际占用空间（含操作与维护空间）综合计算。在实验室建设初期，若临床业务量尚未明确，可参考同类医院规模与业务类型进行估算，并为未来发展预留一定的弹性空间。共识6：实验室应基于所处理样本的潜在生物风险进行评估，并据此建立相应的安全操作规范与个人防护要求。（A级，强推荐） 5.1.2　检测区应充分整合不同仪器制造商的安装条件及使用要求，其中涉及检测精度的关键环境指标（如温湿度控制）应严格遵循设备制造商提供的标准。流式细胞仪等光学精密仪器对环境波动极为敏感。仪器区应避免设置在靠近门窗、空调出风口或可能受阳光直射的位置，以最大限度减少外部环境干扰。振动是影响光路稳定性和检测结果重复性的关键因素。仪器应远离离心机、大型振荡器等振动源。如果样本前处理设备产生剧烈振动，应避免与流式细胞仪共用工作台。应避免与建筑内部的电梯井、水泵房、质谱仪等强振动源相邻。对于振动较大的液流系统组件，应将其直接安置于地面上。工作台的选型必须满足承重、抗振与稳定的要求。应根据每台流式细胞仪及相连的前处理设备的型号、重量和体积，配备独立、稳固的专用工作台，其承重能力需留有充分余量。工作台的布局应根据每台仪器预留足够的四周空间，以满足仪器散热、日常操作、周期性维护保养和维修的需要。流式细胞分选仪的场地选择，除需满足分析型流式细胞仪的基础要求外，还应基于实验目的、样本特性及分选要求进行综合规划与风险管理。所有临床样本的分选操作均应符合生物安全规范，实验室必须对样本及分选过程进行生物安全风险评估，并制定相应的标准操作程序与应急预案。对于高风险样本（如已知含BSL-2及以上病原体、呼吸道样本）可能产生气溶胶的操作，应在Ⅱ级生物安全柜或经过安全验证的封闭分选系统内进行，且分选过程中产生的气溶胶需进行有效过滤（如高效空气过滤器过滤）和排放，以确保人员与环境安全。若分选细胞将用于后续培养或对无菌有特殊要求，则需在独立的无菌空间内操作，例如在ISO6级洁净细胞房、生物安全柜内进行，应具备更严格的空气除尘和灭菌条件，以最大限度降低污染风险。进行稀有细胞分选，对仪器的灵敏度有更高的要求，强调维护环境的稳定性和避免振动干扰，宜选择独立、安静的空间，配备防震台，严格控制温度波动和气流干扰，避免人员频繁走动。共识7：检测区的面积规划应与仪器数量及尺寸相匹配，布局上应避开温湿度易波动和存在振动干扰的位置。每台核心检测仪器宜安置于独立稳固的工作台上，应避免与振动较强的设备共用工作台，并确保其周边拥有足够的操作与维护空间。应采取有效措施隔离内外部振动源，以确保检测系统的长期稳定运行。（C级，中推荐） 5.1.3　结果分析及报告区宜设立专门的结果分析及报告区，通过脱机数据处理方式进行离线分析，可以提升整体工作效率。因项目检测时间和（或）分析时间较长（如血液肿瘤免疫分型和MRD检测）以及样本量大影响了TAT时，建议设置结果分析及报告区并配置具有离线分析功能的工作站，以提升整体工作效率。结果分析及报告区应根据人员数量、工作量配备足够的计算机及相应数据分析的软件，通过网络远程连接至仪器区的流式细胞仪控制电脑，便于工作人员进行数据离线分析、结果审核和发送。所有连接仪器设备及用于数据处理的计算机应置于独立的内部局域网中，严禁接入互联网等广域网，并安装有效的防病毒软件，以确保检测数据的安全性与完整性，防止数据泄露或病毒攻击。应建立定期数据备份机制，备份数据宜异地存储，确保数据不丢失。应建立患者数据访问和修改设置权限管理和追踪机制，确保实验室信息安全。共识8：结果分析及报告区应配备稳定的计算机系统与专业软件用于数据离线分析和报告审核。该区域所有处理检测数据的计算机应置于安全的内部局域网中，严格禁止接入广域网，并建立严格的数据备份与安全管理制度。（C级，中推荐） 5.1.4　样本及检测试剂耗材储存区该区域应对临床样本和检测试剂耗材实施分类、分区管理，并建立完整的温度监控与库存管理体系。应根据临床样本和检测试剂耗材的稳定性要求，制定明确的储存温度条件，并配备相应等级的医用冰箱或冰柜。临床样本必须与检测试剂、校准品和质控品分区域、有明显标识地区分开存放在不同冰箱或者不同区域，避免混淆和交叉污染。对于疑似或明确含有高致病性病原体的样本，其保存和处理须符合国家生物安全管理规定。此类样本不建议在BSL-2实验室内直接保存。如需留存，应经过风险评估，并在更高级别的防护条件下（如BSL-3实验室）保存，或经过有效灭活后，按规定在指定设备中短期存放，并由专人（如微生物组指定人员）负责登记和管理。 5.2　环境及设施要求 5.2.1　洁净度空气中的尘埃不仅可能附着于设备关键部件影响性能，还会增加荧光信号的背景噪声，降低检测灵敏度。散热过滤网积尘会阻碍仪器内部热量散发，可能导致电路板等重要部件过热损坏。因此，仪器区必须保持环境洁净无尘，建议配备空气净化系统。 5.2.2　通风为确保实验室人员安全，流式细胞实验室的通风系统应满足一般检验科实验室6~8次/h的全新风换气要求。质谱流式细胞仪应按照制造商声明的要求安装专用排风系统。 5.2.3　温湿度流式细胞仪对环境温湿度波动敏感。温度过高可能引发电路板、光电倍增管等元件过热，增加信号噪声，缩短仪器寿命；激光器对温度尤其敏感，温度波动可能导致激光波长漂移，造成荧光信号检测偏差。湿度过高可能导致光学元件表面结露，引起信号衰减，并可能降低电子元件的绝缘强度，增加绝缘击穿和电气故障的风险；湿度过低则易产生静电，干扰仪器正常运行。实验室应严格遵循仪器制造商手册的要求制定并记录环境控制标准，并配备必要的温湿度调控设备（如除湿器、加湿器）。 5.2.4　供电设施稳定的电力供应至关重要。不同型号流式细胞仪的电力参数存在差异，需严格遵循制造商提供的额定功率参数进行供电。实验室应配置符合仪器厂家要求的稳压器及不间断电源（uninterruptible power supply，UPS）和/或双路电源，以应对突发断电情况，保护关键设备和数据。每台流式细胞仪应根据不同厂家的仪器配置情况配备足够且专用的电源插座。电源必须具有良好的接地措施，电源电压波动应＜10%，确保仪器安全稳定运行。 5.2.5　供水设施实验室用水质量直接影响试剂配制和实验结果。应依据用途（如试剂用水、分析仪用水），参考《临床实验室试剂用纯化水》（WS/T 574-2018）等国家/行业标准制定适宜的水质检测要求，并定期监测。用于试剂配制的超纯水，其电阻率通常要求＞18.2 MΩ·cm（25 ℃）。应确保供水系统及储水容器洁净，定期清洗消毒，防止微生物滋生污染。 5.2.6　供气设施质谱流式细胞仪所用高纯气体（如氩气）的供应，应确保其纯度符合设备检测原理和灵敏度的要求。供气系统与压力调节装置的安装，须由设备原厂或其授权方实施。实验室应制定并执行定期维护计划，对气体管路进行吹扫与密封性检查。气体纯度需通过定期检测进行监控，或由供应商随货提供纯度合格证明，相关记录应予以记录并存档。

六分析仪器及辅助设备

分析仪器及辅助设备流式细胞仪按照功能可分为分析型和分选型两种类型。分析型流式细胞仪只能对细胞进行多参数定量分析，无法分离细胞；分选型流式细胞仪在分析基础上，增加细胞分选功能，可将特定细胞亚群物理分离出来，用于后续的检测或培养。临床实验室多使用分析型流式细胞仪，然而目前随着医疗技术的进步，细胞分选也开始应用于临床，例如Epstein-Barr病毒（Epstein-Barr virus，EBV）淋巴细胞亚群检测，通过分选T、B和NK细胞后检测EBV的基因，来定位被EBV感染的细胞类型，指导临床精准治疗。流式细胞仪根据技术原理可分为传统流式细胞仪、全光谱流式细胞仪和质谱流式细胞仪。传统流式细胞仪指常规使用的荧光流式细胞仪，因荧光染料间光谱重叠严重，制约了其多色检测能力；全光谱流式细胞仪通过检测每个通道的完整光谱信号，提升了多色检测的可行性和准确性，但对数据分析能力要求高；质谱流式细胞仪，使用原子质量数不同的元素作为标签，信号之间几乎没有重叠，从根本上消除了串色问题，可以实现超高通量的多参数检测，其缺点是检测过程中细胞被电离破坏，只能进行分析，无法进行活细胞分选，检测速度慢于传统流式细胞仪。 6.1　流式细胞仪的选择开展临床检测的流式细胞仪，首先必须具备有效的中华人民共和国医疗器械注册证，其激光、检测器配置等核心性能需与检测项目的技术要求精准匹配。 6.1.1　激光与荧光检测通道配置仪器的激光器应覆盖常规检测所需波段，常见包括488 nm（蓝激光）、640 nm（红激光）、405 nm（紫激光）等。对于单参数或低复杂度检测项目（如T淋巴细胞亚群计数、CD34+干细胞计数、HLA-B27检测、细胞因子及受体检测、精子DNA碎片检测、DNA倍体检测），可选择经济型单激光或双激光4色仪器；而对于多参数分析需求（如淋巴细胞亚群计数、淋巴细胞亚群精细分型、血液肿瘤免疫分型、MRD检测），则需配置多激光、多检测器的高端机型，如双激光6通道及以上、三激光8通道及以上等。实验室也可根据临床需求，选择全光谱流式细胞仪或质谱流式细胞仪等超高参数平台。所选仪器的荧光检测通道必须能完整覆盖计划使用的荧光染料激发与发射光谱，确保信号的有效收集与分析。同时应具备相应的荧光补偿或光谱解析能力，以保证多色检测结果的准确性。检测项目涉及细胞分选时，应配置流式细胞分选仪。流式细胞分选仪同样根据分选细胞所需的检测参数选择相应的激光器和检测器配置。对于复杂免疫分型和稀有细胞的分选，推荐选用3根或以上激光器配置。 6.1.2　仪器性能荧光流式细胞仪（分析型）的性能参数应符合行业标准《流式细胞仪》（YY/T 0588-2017）和制造商说明书的要求，主要性能参数包括荧光检出限、荧光线性、前向角散射光检出限、仪器分辨率、前向角散射光和侧向角散射光分辨率、倍体分析线性、表面标志物检测准确性和重复性、携带污染率、仪器稳定性等。流式细胞分选仪的主要性能参数，除涵盖传统流式细胞仪的指标外，还包括其分选性能，如分选纯度、分选回收率、分选后细胞存活率、分选速度与准确性（分选效率）。质谱流式细胞仪推荐的主要性能参数包括质量范围、质量准确性、质量稳定性、质量分辨率、质量检测限、气动上样器流速、雾化器气体流速、雾室温度、雾室气体流速、表面标志物检测准确性和重复性、携带污染率、仪器稳定性等。具体参数要求可参考《质谱流式细胞分析仪》（T/ZPP 017-2023）。高灵敏度仪器有助于检测低表达抗原或微弱荧光信号，而高分辨率仪器则能更精准地区分细胞亚群。对于血液肿瘤免疫分型、MRD检测等高复杂度、高灵敏度的检测项目，要求仪器具备高分辨率和优异的荧光灵敏度，以确保对稀有细胞亚群和弱表达抗原的精准识别。在仪器选型时，应优先考虑这些核心性能参数。 6.1.3　综合选型因素除核心性能外，还需综合考量系统自动化与软件易用性、预算、日常维护、试剂与耗材的供应稳定性、厂家的技术支持和售后服务能力等关键因素。流式细胞分选仪还应考虑分选方式、分选路径、喷嘴尺寸等因素是否满足需求。共识9：根据检测项目的技术要求与临床需求，建议科学配置相应级别的流式细胞仪。常规检测宜优先选用双激光6通道及以上配置，以兼顾多色分析与通用性。针对血液肿瘤免疫分型、MRD检测、淋巴细胞亚群精细分型等项目，推荐选用三激光8检测通道及以上仪器，并确保仪器的分辨率和灵敏度满足对稀有细胞及弱表达抗原的识别。对于精子DNA碎片检测等易堵塞液路的特殊项目，可配备专用经济型单激光仪器，并严格执行清洗维护流程。（C级，中推荐） 6.2　流式细胞仪的使用流式细胞仪必须经过检定校准合格、性能验证符合要求后方可使用，并根据设备使用年限制定验证周期。仪器正式启用前，必须依据操作规程制定各检测项目的SOP。技术人员须通过专项培训和考核，熟练掌握仪器操作、故障排查及数据分析方法后，方可获得独立操作授权。仪器应有明显的运行状态标识并指定专人负责管理，具有使用、维护及维修的记录。流式细胞仪使用过程中必须严格遵循操作手册进行规范操作，执行定期的维护、保养与校准，并及时更换耗材及易损件。 6.3　流式细胞仪的质量监控措施为确保流式细胞仪持续处于最佳工作状态，实验室必须建立并执行一套完整的、周期性的质量监控程序。 6.3.1　仪器质控荧光流式细胞仪（分析型）在开机当天检测样本前，应使用标准微球对仪器进行系统性质控。质控内容应包括光路与液路稳定性检查、各荧光通道的电压校准，并在需要时进行荧光补偿验证或调整，以确保仪器处于标准化、稳定的工作状态。对于流式细胞分选仪，在开机当天检测样本前应使用含有已知荧光强度值的标准微球对仪器进行校准，并检查液流稳定性和确认液滴延迟。在每次分选实验开始前，需用标准微球或少量样本细胞进行试运行，观察液滴充电和偏转的准确性，确保目标细胞能被正确收集。如进行无菌分选，必须确保液流系统和收集装置处于无菌状态。对于质谱流式细胞仪，在开机当天检测样本前应使用高纯度的金属元素标准溶液对仪器的质量分辨率、质量准确性、信号灵敏度等关键参数进行校准和监控，并观察氧化物形成率，以保证当日数据质量。为实现数据标准化与信号校正，推荐在每份样本中加入含有特定金属元素（Ce140、Ce142、Eu151、Eu153、Ho165、Lu175）的四元素校准微球作为内标，以同步校正仪器信号漂移，确保不同批次数据的可比性。 6.3.2　年度校准所有类型的流式细胞仪每年至少进行一次仪器校准，校准参数应按照《流式细胞仪校准规范》（JJF1665-2017）中的要求，至少应包含仪器的分辨力、线性相关系数、检出限、漂移、重复性、示值误差等。流式细胞分选仪和质谱流式细胞仪的年度校准应包含仪器的关键参数，合格后方可继续使用。 6.3.3　其他校准时机在仪器搬移后、经历重大维修（如更换激光器、光纤、光电倍增管、流动室等关键部件）后、重大维护保养后、软件系统进行更新后、仪器性能出现异常或使用环境严重失控时，需重新评估仪器性能。评估应包括仪器性能指标的验证及临床样本检测结果的比对。共识10：流式细胞仪须建立覆盖全生命周期的质量管理程序：新机启用前，应完成全面的性能验证；使用过程中，须遵循制造商要求，定期进行校准与性能验证；每日开机后须执行仪器质控，确保临床检测结果的持续可靠。（A级，强推荐） 6.4　样本前处理系统的配置及使用样本前处理系统通过执行加样、混匀、裂解等步骤的封闭式操作，有利于减少人为误差、提高不同批次间结果的一致性、降低生物安全风险及人力成本。尽管其精密度与准确性仍是当前技术优化的重点，但该系统代表了实验室标准化与效率提升的重要发展方向，值得在应用中不断改进与完善。启用样本前处理系统前，应对加样准确度、精密度、携带污染率等关键性能进行评估，并确保满足制造商说明书的要求。性能验证可通过相关检测项目进行，并需符合该检测项目的性能要求。其中，携带污染率可参考行业标准《流式细胞术检测外周血淋巴细胞亚群指南》（WS/T 360-2024）和《流式细胞仪》（YY/T 0588-2017）中对于流式细胞仪的相关要求，通常应不高于0.5%。共识11：启用样本前处理系统前，应进行性能验证，参数应包含准确度、精密度、携带污染率等。（A级，强推荐） 6.5　其他设备的配置及使用样本前处理过程中涉及的关键仪器设备（包括计量器具、辅助设备等）要定期检定、校准、验证。移液器、容量瓶等器具设备应制定计量周期，定期参加法定计量部门或有资质的计量服务机构检验，并保存计量检验证书。另外，根据实验需要可配置生物安全柜、细胞计数仪、台式离心机、冰箱、耗材储存柜等。

七试剂及耗材

试剂及耗材根据《医学实验室质量和能力认可准则》（CNAS-CL02:2023）对试剂及耗材的要求，实验室应建立试剂和耗材的选择、采购、接收、储存、验收试验和库存管理流程。实验室在选择预混试剂盒或自行组合抗体时，应确保所有试剂符合其预期用途，并满足国家药品监督管理局对体外诊断试剂的相关管理要求。 7.1　试剂的选择和制备 7.1.1　检测方案的设计实验室应依据检测项目的临床成熟度、标准化程度及资源可及性，采用差异化的检测方案。（1）商品化预混合试剂方案：对于T淋巴细胞亚群计数、淋巴细胞亚群计数、CD34+干细胞计数、HLA-B27检测等常规项目，应优先选用国家药品监督管理局批准的商品化预混合试剂盒。（2）自行组合抗体项目：对于免疫分型、MRD检测、PNH克隆分析及淋巴细胞精细分型等项目，需要自行组合抗体建立检测方案。方案设计时，必须充分调研和论证其临床应用价值和预期用途，并获得所在机构医疗管理部门的批准。抗原指标的选择应基于行业标准、临床指南、专家共识或高质量文献。检测方案在应用于临床检测前，必须完成完整的分析性能确认，并建立标准操作规程。对已验证的流式细胞术抗体组合进行修改时（如单个抗体的替换；或向开放通道中添加1~2个抗体；或任何需要调整电压、补偿等仪器设置参数），可参考《流式细胞术检测方法的修改：基于CLSI H62指南的方法验证建议》进行验证。在涉及治疗性单克隆抗体（如抗CD20利妥昔单抗）的疗效监测时，应特别关注抗体克隆的选择，优先选用与治疗抗体无交叉反应性的抗体克隆，并同时选用替代标志物（如在抗CD20治疗时，使用CD19进行B细胞检测）。共识12：应优先选用经国家药品监督管理局批准的商品化预混合试剂盒。对于自行组合抗体项目，其临床应用价值与目的必须经过充分论证并获得机构批准，同时需完成完整的分析性能确认并建立标准操作规程。（B级，强推荐） 7.1.2　荧光素的选择多色抗体检测方案设计是流式细胞术检测的关键，荧光素的选择应遵循以下核心原则。（1）仪器匹配性：荧光素的激发光谱必须与流式细胞仪的激光波长匹配，其发射光谱应落入相应检测器的接收范围。（2）抗原表达量与荧光素搭配：遵循“强抗原配弱染料，弱抗原配强染料”的基本原则，较亮的荧光素应用于检测弱表达的抗原，以最大限度地提高对阴性群体和暗淡群体的分辨率，对于高表达的抗原，应使用较暗的荧光素。例如，低表达抗原（如CD25）宜选用高亮度荧光素（如PE、APC），而高表达抗原（如CD4）可选用FITC等染料。当两种分子共表达于同一细胞，强表达抗原选择对其他通道影响小的荧光染料，弱表达抗原选择受影响小的通道。（3）光谱重叠控制：尽量选择荧光光波谱间的光谱重叠较小的荧光染料进行组合，避免光谱重叠多的荧光染料搭配，如PE-Cy5和APC等。对细胞共表达的抗原进行染色时，尽量避免选用串色和荧光溢漏大的通道，同时需要正确调节补偿。（4）背景干扰控制：选择荧光素需考虑细胞自发荧光（尤其在蓝紫激光激发下）及抗体非特异性结合带来的背景干扰，宜选择信噪比高的荧光染料。见表2。 ![](./images/wechatarticle_2e568863ba5aeae8c84d7cbe17100061_51ed164c40be06b5a99198539ef14f837_img3.png) 质谱流式细胞仪使用非放射性同位素标记的流式抗体，无自发荧光和荧光通道串扰问题，可以同时检测更多指标。同位素的选择推荐强表达抗原配弱信号同位素，弱表达抗原配强信号同位素。 7.1.3　抗体滴定实验室自建方案时，荧光抗体和质谱流式抗体均需通过抗体滴定实验确定最佳抗体浓度，以获得最佳的染色效果。抗体浓度过高可能导致非特异性结合和背景染色增加，而浓度过低则可能导致染色信号弱。 7.1.4　预混合抗体预混合抗体是指将两种或多种抗体按照一定比例预先混合，用于特定检测的抗体混合物。这种预混合方法可以缩短单独添加各种抗体的时间，降低抗体配制错误率，提高效率。串联染料的单抗一般更易分解，影响预混合抗体的保存期限。因此可考虑避免添加一些不稳定的串联荧光单抗，增加预混合抗体的稳定性。使用预混合抗体前应进行稳定性确认，评估预混合抗体与单独添加抗体时的检测结果一致性。稳定性评估期间宜至少每周对预混合抗体进行一次评估，比较各种标志物的信噪比（signal-to-noise ratio，S/N）或平均荧光强度（mean fluorescence intensity，MFI），以及阳性标记物的百分数，以确认其在储存期间荧光结合活性和信号稳定性未发生显著衰减。实验室应设定可接受的标准，可参考国际临床流式学会（International Clinical Cytometry Society，ICCS）提供的标准：每种阳性标记物的MFI应在0.5~1.0个log差异范围内，信号噪声比应在10%~15%差异范围内，阳性细胞比例的差异应在10%~15%。制备预混合抗体时，需详细记录各抗体的批号、浓度、混合比例及制备日期，最大限度减少光线暴露和温度波动对稳定性的影响。在新配制预混合试剂使用前应进行新旧批次间的比对。用新旧批次的预混合试剂对相同样本或质控品进行平行染色，并达到可接受标准。实验室应根据项目类型设定可接受标准，可参考ICCS提供的标准：特定细胞群中抗原的阳性与阴性表达符合；阳性细胞群的百分数，差异在10%~15%，或CV＜20%；MFI，在0.5~1个log差异或相同的log范围内；S/N，在10%~15%差异范围内。共识13：自行预混合试剂需评估预混合抗体与单独添加抗体时的检测结果一致性，以及预混合抗体的稳定性。在新配制预混合试剂使用前应进行新旧批次间的比对，并达到可接受标准。（B级，强推荐） 7.1.5　绝对计数试剂的选择流式细胞术的细胞绝对计数方法主要分为双平台法与单平台法，其中单平台法主要包括体积法和计数标准微球法。计数标准微球法需使用专用的绝对计数试剂，根据试剂形式可分为微球溶液与微球干粉两类。计数标准微球的选择和使用可参考《细胞计数通用要求流式细胞测定法》（GB/T 39730-2020）。上述方法在原理、操作流程、成本及对仪器的要求上各有特点（见表3）。实验室应根据具体检测项目的需求、样本类型、仪器性能及质量控制要求，选择最适宜的方法与试剂形式。 ![](./images/wechatarticle_2e568863ba5aeae8c84d7cbe17100061_51ed164c40be06b5a99198539ef14f837_img4.png) 7.1.6　溶血素的选择为确保检测结果的准确性，建议优先选用与检测系统配套的制造商推荐溶血素，并严格遵循其使用说明。如确需使用非配套溶血素或自行配制（如氯化铵低渗缓冲液），必须在正式使用前与配套溶血素进行比对验证。以配套溶血素检测结果为参考，要求关键细胞亚群百分数的CV≤15%，或符合实验室内部制定的可接受标准。对于CD34+干细胞计数等需保持细胞活性的检测项目，应选用不含固定剂的溶血素，以免固定剂影响细胞活力和表面抗原的准确性。 7.1.7　固定剂和破膜剂的选择在进行细胞内抗原如髓过氧化物酶（myeloperoxidase，MPO）、Ki-67蛋白（Ki-67 protein，Ki-67）或核内抗原如末端脱氧核苷酸转移酶（terminal deoxynucleotidyl transferase，TdT）染色时，必须使用固定剂和破膜剂对细胞进行处理。为确保染色效率与信号质量，应尽量使用与流式抗体配套的专用固定/破膜试剂盒。不同品牌的试剂在成分、浓度和作用时间上存在差异，混用可能导致染色失败或背景升高。使用非配套固定剂和破膜剂时，必须进行实验室内的比对验证，根据实际染色效果（如信噪比、阳性群与阴性群分离度、分群清晰度等）择优选用。共识14：流式细胞术检测中，建议优先选用与试剂配套的溶血素、固定剂和破膜剂，并严格遵循使用说明。如使用非配套试剂，需进行比对验证，确保检测质量不受影响。（B级，强推荐） 7.1.8　质控品的选择和制备实验室应优先使用商品化质控品，若无商品化质控品，宜实施替代程序以满足阳性对照要求，如患者样本、细胞系或其他抗原验证材料等。使用前应评价其质量、稳定性和可接受范围。（1）定性项目：宜检测两个水平（包括阴性和阳性），检测当天至少进行一次质控。无商品化质控时，如HLA-B27检测，可将前次检测的阳性临床样本作为质控品进行检测。（2）定量项目：宜检测两个水平（包括正常和异常水平），检测当天至少进行一次质控。淋巴细胞亚群计数和CD34+干细胞计数的一个质控水平浓度应处于或接近临床决定水平，如CD4+T淋巴细胞计数应接近200/μl，CD34+干细胞在5~20/μl范围内。可参考《临床检验定量测定室内质量控制》（WS/T 641-2018）和《流式细胞术检测外周血淋巴细胞亚群指南》（WS/T 360-2024）。（3）血液病检测项目：血液肿瘤免疫分型和MRD检测，可使用样本中的正常细胞作为内部质控，并制定可接受范围或预期的表达模式。至少每月进行一次质控。抗原不易获得的阳性对照则至少每半年进行一次质控，如罕见抗原（如CD1a、CD30、CD103）等。若患者材料不能轻易获得时，应实施替代程序，可包括细胞系或其他抗原验证材料。共识15：推荐采用第三方质控品，若无商品化质控品，可采用替代方案，如自制质控品、临床样本留样再测、内部质控、细胞系或其他抗原验证材料等。自制质控品应评估均匀性、稳定性等。（A级，强推荐） 7.2　耗材的选择和使用流式细胞术检测过程中涉及的耗材主要包括：流式管、过滤膜、移液器吸头等。流式管应具备良好的光学透明性，管壁无划痕、无荧光干扰，与流式细胞仪进样系统兼容。建议使用制造商推荐的配套流式管，以确保检测结果的准确性和重复性。无菌流式细胞分选应采用无菌的流式管。过滤膜孔径应均匀一致，能够有效去除细胞团块和碎片，同时保证细胞回收率＞90%。对于组织样本，推荐使用200目筛网进行过滤。质谱流式检测应关注耗材可能存在的金属离子浸出问题，以防污染干扰检测。对于所有直接接触样本与试剂的耗材（如流式管、移液器吸头、预混合试剂瓶、EP管等），应优先选用无色或浅色耗材（因深色制品可能含有镉、铅等重金属离子），并于使用前验证其对本底信号无干扰。共识16：质谱流式检测中应严格控制所有直接接触样本与试剂的耗材引入金属污染风险，在使用前应进行本底信号干扰的验证。（C级，中推荐）

八检验样本及程序要求

检验样本及程序要求临床流式细胞检测的样本类型多样，涵盖外周血、骨髓、脑脊液、胸腔积液、腹水、精液以及各类组织样本等。为确保检测结果的准确性与可靠性，实验室需建立全面、细致的样本管理与检测标准化程序体系。应根据不同项目特点和样本类型制定样本运输和保存程序、样本接收和拒收程序、抗体选择与验证程序、细胞活力检测程序、细胞计数程序、抗体滴定程序、胞（核）内抗原染色及免疫球蛋白染色的特殊程序、荧光补偿设置程序、细胞/微球数量获取程序、数据分析程序、处理后的样本储存程序、报告审核和复检程序等，并规定关键质量控制环节。可参考《流式细胞术临床应用专家共识（2023年修订版）》《流式细胞术检测外周血淋巴细胞亚群指南（2024年版）》等国际和国内公认的标准和共识。流式细胞项目在临床应用越来越广泛，本共识重点对医疗机构临床流式细胞实验室建设中的关键环节进行了阐述。本共识将适时修订，以满足临床规范化应用的需求。执笔人：褚帅（南方医科大学南方医院检验医学科），江梅（南昌大学第一附属医院检验中心），涂晓欣（广东省中医院大德路总院检验科），王卉（河北燕达陆道培医院检验科），汪峰（华中科技大学同济医学院附属同济医院检验科），陈炜烨（广东省中医院大德路总院检验科），李创坤（南方医科大学南方医院检验医学科），柯培锋（广东省中医院大德路总院检验科），李壹（四川大学华西医院实验医学科），欧阳涓（中山大学附属第一医院检验科）专家组成员：安哲（西安交通大学第二附属医院检验医学科），蔡贞（南方医科大学南方医院检验医学科），曹颖平（福建医科大学附属协和医院检验科），唱凯（陆军军医大学第一附属医院检验科），常子维（空军军医大学第一附属医院血液内科），陈芳（中国医科大学附属盛京医院血液研究中心），陈福祥（上海交通大学医学院附属第九人民医院检验科），陈捷（四川大学华西医院实验医学科），陈晶（中国人民解放军联勤保障部队第九八〇医院检验科），陈曼（北京陆道培医院病理与医学检验科），陈炜烨（广东省中医院大德路总院检验科），池沛冬（中山大学肿瘤防治中心检验科），褚帅（南方医科大学南方医院检验医学科），崔巍（中国医学科学院肿瘤医院检验科），杜鲁涛（山东大学齐鲁医院检验医学中心），范列英（同济大学附属东方医院检验科），付笑迎（深圳市儿童医院检验科），龚英（南方医科大学南方医院检验医学科），韩薇（吉林大学第一医院血液科），侯娟娟（庆阳市人民医院精准医学中心），黄国虹（新疆维吾尔自治区人民医院临床检验中心），黄兴琴（陆军军医大学第一附属医院血液科），胡敏（中南大学湘雅二医院检验科），胡炎伟（首都医科大学附属北京朝阳医院），江梅（南昌大学第一附属医院检验中心），姜艳芳（吉林大学第一医院基因诊断中心），金英玉（哈尔滨医科大学附属第一医院检验科），柯培锋（广东省中医院大德路总院检验科），李创坤（南方医科大学南方医院检验医学科），李国盛（山东大学齐鲁医院血液科），李俊明（南昌大学第一附属医院检验中心），刘忱（北京大学人民医院检验科），刘亮（河北医科大学第四医院），刘志宇（哈尔滨医科大学附属第一医院检验科），李珣（厦门大学附属第一医院检验科），李壹（四川大学华西医院实验医学科），李永鑫（新疆生产建设兵团医院检验科），李珍（南方医科大学南方医院血液科实验室），李智伟（新疆维吾尔自治区人民医院临床检验中心），龙芳（四川省妇幼保健院检验科），罗静（山西医科大学第二医院风湿免疫实验室），罗燕飞（广东省人民医院检验科），马亮（中日友好医院检验科），毛霞（华中科技大学同济医学院附属同济医院血液科），毛晓丹（福建省妇幼保健院/福建省妇科肿瘤疾病临床医学研究中心），欧阳涓（中山大学附属第一医院医学检验科），邱莲女（浙江省人民医院检验中心），沈红强（浙江大学医学院附属儿童医院实验检验中心），司徒博（南方医科大学南方医院检验医学科），孙亮亮（内蒙古自治区人民医院临床检验医学中心），涂晓欣（广东省中医院大德路总院检验科），汪峰（华中科技大学同济医学院附属同济医院检验科），王红霞（南方医科大学南方医院检验医学科），王卉（河北燕达陆道培医院检验科），王辉（北京大学人民医院检验科），王佳谊（上海交通大学医学院附属胸科医院检验科），王琳（上海市第一人民医院检验医学中心），王平（陆军军医大学第二附属医院血液病医学中心），王倩（山东省第一医科大学附属省立医院检验科），王伟（贵州医科大学附属肿瘤医院医学检验科），汪小姣（郑州大学附属肿瘤医院中心实验室），王小中（南昌大学第二附属医院检验科），王亚哲（北京大学人民医院北京大学血液病研究所），武坤（昆明医科大学第一附属医院医学检验科），吴青青（贵州医科大学附属医院临床检验中心），肖平（南方科技大学附属佛山医院/佛山市第一人民医院检验科），夏威夷（海南医科大学第一附属医院），谢丽（广西医科大学第二附属医院医学检验科），席倩（四川省医学科学院/四川省人民医院/电子科技大学附属医院临床医学检验中心），许德英（河南科技大学第一附属医院检验科），徐建（南京医科大学第一附属医院检验学部），许英（中山大学孙逸仙纪念医院检验科），杨再林（重庆大学附属肿瘤医院血液肿瘤中心），姚强（深圳市儿童医院检验科），易斌（中南大学湘雅医院检验科），岳保红（郑州大学第一附属医院检验科），于家文（大连医科大学附属第一医院血液科），张翠萍（安徽省立医院检验科），张峰波（新疆医科大学第一附属医院检验中心），张继红（中国医科大学附属盛京医院血液研究中心），张龙一（温州医科大学附属东阳医院检验科），张新（新疆生产建设兵团医院检验科），张子宁（中国医科大学附属第一医院检验科），詹茜（重庆医科大学附属第一医院临床分子医学检测中心），赵明奇（广州医科大学附属妇女儿童医疗中心病毒研究室），郑磊（南方医科大学南方医院检验医学科），郑书发（浙江大学医学院附属第一医院检验科），钟玉钗（南方医科大学第十附属医院/东莞市人民医院血液病诊疗中心），周茂华（广州医科大学附属番禺中心医院检验科），朱冰（广州医科大学附属妇女儿童医疗中心病毒研究室），左曙光（柳州市柳铁中心医院中心实验室）点击左下角“阅读原文”，获取更多文章信息来源：中华临床实验室管理电子杂志编辑：吴冰雷诗敏初审：沈锡宾终审：干岭 ![](./images/wechatarticle_2e568863ba5aeae8c84d7cbe17100061_51ed164c40be06b5a99198539ef14f837_img5.png)